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Drosophila suzukii

2025-12-15T10:35:52Z

Gilbert Chigozie Okeke (3595150791):

{{Bioagresseur
| type = Insect
| Nom = Fruit fly (Drosophila suzukii)
| ImageCaption =
| Sous-categorie = Insect (pest)
| Latin = Drosophila suzukii
| Image = Spotted-wing_Drosophila_(Drosophila_suzukii)_male_(15359228246).jpg
| Organisme = MSc Biocontrol Solutions For Plant Health - BOOST
}}
Over the past two decades, Drosophila suzukii, commonly known as the Spotted Wing Drosophila, has become one of the most destructive insect pests of soft fruits worldwide (Asplen ''et al''., 2015). Native to Southeast Asia, the species has expanded rapidly into Europe, North America, South America, and Africa, where it has caused major economic losses in fruit production systems (Cini, Ioriatti, & Anfora, 2012; Deprá, Poppe, Schmitz, De Toni, & Valente, 2014). Unlike most species in the Drosophila genus that colonize damaged or fermenting fruits, D. suzukii possesses a serrated ovipositor that allows females to lay eggs inside healthy, ripening fruits, making management exceptionally challenging (Walsh, Bolda, Goodhue, Dreves, Lee, Bruck, Walton, & Zalom, 2011).

== Biology and Identification ==
''Drosophila suzukii'' belongs to the family Drosophilidae, and adults are generally small, measuring about 2 to 3 millimeters with red eyes and a yellowish brown body (Hauser, 2011). The species is easily recognized by the serrated ovipositor of the female, a saw like structure that enables her to penetrate the skin of healthy fruits during oviposition (Cini, Ioriatti, & Anfora, 2012). Males can be distinguished by the presence of a dark spot near the tip of each wing, which is the basis for the common name Spotted Wing Drosophila (Walsh ''et al''., 2011). The insect has a rapid life cycle that typically spans 10 to 14 days under favorable conditions, supporting several overlapping generations annually (Asplen ''et al''., 2015). Larvae develop inside the fruit after hatching, feeding on the pulp and rendering the fruit unmarketable within a short period (Lee, Bruck, Curry, Edwards, & Haviland, 2011).

== Life circle of ''Drosophila suzukii'' ==

=== Host Range and Crop Damage ===
The pest attacks a wide variety of soft skinned fruits, including strawberries (Fragaria spp.), blueberries (Vaccinium spp.), raspberries (Rubus spp.), cherries (Prunus spp.) and grapes (Vitis vinifera), all of which have been confirmed as preferred hosts of Drosophila suzukii (Lee ''et al.'', 2011; Cini, Ioriatti, & Anfora, 2012). Females lay eggs in ripening fruits, where the larvae develop and feed, causing softening, collapse, and encouraging secondary infection by fungi and bacteria (Mazzetto, Marchetti, & Isaia, 2015). The damage is often not visible in the early stages, which leads to contamination during harvest and rejection at markets (Walsh ''et al''., 2011). In regions with severe infestations, yield losses can reach up to 80 percent depending on the crop and prevailing climatic conditions (Asplen ''et al.'', 2015).

=== Ecology and Distribution ===
Originally described in Japan in 1916, Drosophila suzukii has since spread across almost every continent except Antarctica, making it one of the most successful invasive fruit pests known today (Kanzawa, 1939; Asplen ''et al''., 2015). Its global expansion is supported by several biological and ecological advantages, including high reproductive rates, a wide host range, adaptability to diverse climatic conditions, and the accelerating movement of fruits and plant materials through international trade (Cini, Ioriatti, & Anfora, 2012; Fraimout ''et al.'', 2017). Population growth is typically favored in warm and humid regions, yet the species can withstand mild winters and persist in protected environments such as greenhouses and sheltered microclimates (Enriquez & Colinet, 2017).

=== Impact on Global Agriculture ===
The rapid spread of Drosophila suzukii has disrupted fruit industries in many countries, placing considerable pressure on production systems and supply chains (Asplen ''et al.'', 2015). In Europe and the United States, annual control costs combined with crop losses amount to several hundreds of millions of dollars due to the pest’s aggressive infestation of marketable fruits (Bolda, Goodhue, & Zalom, 2010; De Ros ''et al.'', 2013). The threat is even more severe for smallholder farmers in developing regions, where limited surveillance capacity and inadequate access to control measures leave fruit crops highly vulnerable (Mazzi & Dorn, 2012). Climate change is expected to intensify these challenges by expanding suitable habitats and lengthening periods of pest activity, making D. suzukii a growing global concern for horticulture and food security (Gutierrez ''et al''., 2016).

=== Detection and Monitoring ===
Early detection is crucial for managing ''D. suzukii'' populations. Monitoring is commonly done using:

* Apple cider vinegar or yeast-sugar traps
* Commercial lures containing fermentation based attractions
* Visual inspection of ripening fruits and leaves

Traps are usually placed at canopy level and checked weekly. Monitoring results guides the timing of control measures, reducing unnecessary pesticide applications and helping integrate control strategies effectively.

== Management Strategies ==

=== Biological Control Using Parasitic Wasps ===
Among the most promising natural enemies identified for managing Drosophila suzukii are two parasitic wasps, Trichopria drosophilae and Leptopilina japonica. These beneficial insects have been widely investigated for their ability to suppress D. suzukii populations, and several studies have demonstrated their effectiveness both in controlled laboratory experiments and in field environments (Girod ''et al.'', 2018; Wang ''et al.'', 2020; Knoll, Herz, & Vogt, 2022). Their capacity to parasitize the pupal and larval stages of the pest makes them valuable candidates for incorporation into integrated biological control strategies.

==== 1. ''Trichopria drosophiliae'' (Hymenoptera Diapridae) ====
''Trichopria drosophilae'' is a pupal parasitoid that targets the pupal stage of Drosophila suzukii within fruit or soil, making it an important natural enemy in biological control programs. The female wasp actively searches for infested fruit or substrates that contain D. suzukii pupae and deposits her eggs inside them. As the parasitoid larva develops, it consumes the host pupa from within and prevents the emergence of the adult fly (van Lenteren ''et al''., 2018; Knoll, Herz, and Vogt, 2022; Wang, Nance, and Daane, 2020). This mode of action provides a direct reduction in pest populations and supports its use in integrated pest management.

==== ''2. Ganaspis'' cf. ''brasiliensis'' (Hymenoptera, Figitidae) ====
A figitid wasp of the genus Ganaspis was the most frequently reared parasitoid of ''Drosophila suzukii'' in surveys conducted in China and Japan, appearing in every sample from which parasitoids emerged (Daane ''et a''l., 2016; Girod ''et al''., 2018). This species consistently achieved the highest parasitism rates across both countries, highlighting its strong association with the pest. The same parasitoid was also recovered from samples collected in Hubei Province, where ''Drosophila subpulchrella'' emerged in the absence of ''D. suzukii'', indicating that G. cf. brasiliensis is capable of parasitizing this closely related host as well (Girod et al., 2018; Wang et al., 2020).

==== 3. Leptopilina japonica (Hymenoptera: Figitidae) ====
''Leptopilina japonica'' is a larval parasitoid native to Asia and one of the most frequently encountered natural enemies associated with Drosophila suzukii in its region of origin. The female wasp parasitizes D. suzukii larvae while they are still developing inside fruits, inserting an egg directly into the host larval body. As the parasitoid embryo develops, it feeds internally and ultimately kills the fly larva before it can pupate (Kasuya et al., 2013; Girod ''et al.'', 2018; Wang, Nance, and Daane, 2020). This lethal interaction makes L. japonica a promising candidate for biological control programs targeting D. suzukii.

=== ''Trichopria drosophiliae'' as a Biological Control: ===
* In Europe, particularly in Switzerland and Italy, ''T. drosophilae'' has been mass reared and released in berry and cherry orchards as part of biological control programs.
* Field releases have shown parasitism rates ranging from 20–60%, depending on climatic conditions and pest density.

==== Advantages ====
* It integrates well into Integrated Pest Management (IPM) programs because it targets the pest without affecting beneficial species or fruit quality.

==== How to Obtain It: ====
* ''T. drosophilae'' can be obtained from commercial biocontrol suppliers in Europe (e.g., Andermatt Biocontrol, Biobest, and Koppert Biological Systems).
* For research purposes, colonies can be maintained in laboratory insectaries using ''D. suzukii'' pupae as hosts.
* When importing, users must comply with national quarantine and biosafety regulations to prevent unintended ecological effects.

=== ''Ganaspis cf. brasiliensis and Leptopilina japonica'' as Biological Control: ===
* ''L. japonica'' has been naturally associated with ''D. suzukii'' in Japan, China, and South Korea and has recently established in parts of North America (Canada and the U.S.) as an adventive species.
* Field studies in British Columbia showed up to 65% larval parasitism in unmanaged fruit fields, suggesting it can contribute significantly to long-term population regulation.

==== Advantages ====
* Researchers consider ''L. japonica'' a promising candidate for classical biological control, where it could be introduced to regions heavily affected by ''D. suzukii''.

==== How to Obtain It: ====
* Currently, ''L. japonica'' is primarily available through research collaborations or biological control programs rather than commercial suppliers.
* Scientists in Europe and North America are studying its mass-rearing protocols and biosafety evaluations before wider release.
* Interested institutions can request cultures through international research networks such as the IOBC (International Organization for Biological Control).

== Introduction of Parasitoid into a Farm ==
Purchase from a certified biocontrol supplier such as Biobest, Koppert, Andernatt and BioControl companies specializing in Dipteran parasitoids. You typically buy ''T. drosophilae'' as:

* parasitized pupae
* or emerging adults

'''Best time for release:'''

* Early in the season when SWD populations begin to build
* Continue releases throughout fruiting period (every 1–2 weeks)

'''Temperature requirement'''

* Optimal activity: 18–25°C
* Avoid release during heavy rain or extreme heat.

=== A. Field Releases (Orchards, Berry Farms, Vineyards) ===
'''Step 1: Distribute release containers'''

Place parasitoid release points:

* Near fruiting zones
* At field edges (SWD hotspots)
* Near shaded, humid spots (parasitoids avoid desiccation)
* In areas with fallen or damaged fruit

'''Recommended density:'''

* 1,500–3,000 individuals per hectare per release
* Repeat every 7–14 days during infestation peaks

'''Step 2 : Hang release cards/cups'''

* Attach to branches at waist height
* Avoid direct sunlight
* Spread evenly (every 20–25 meters)

'''Step 3 : Reduce pesticide interference'''

* STOP using broad-spectrum insecticides
* If needed, choose SWD-targeted sprays compatible with parasitoids (Spinosad is harmful; some biopesticides are safer)

=== B. Greenhouse or High Tunnel Introductions ===
These environments offer excellent establishment conditions.

Method:

* Release parasitoids close to fruit clusters
* Place containers in shaded corners
* Maintain humidity around 60–80%

Release rate:

* '''500–1,000 parasitoids per 1,000 m²'''
* Repeat every 1–2 weeks

=== Enhance Their Establishment ===
Parasitoids need alternative food sources and shelter.

'''Provide:'''

✔ Nectar plants (buckwheat, sweet alyssum)

✔ Sugar sprays (10% sugar water for adult feeding)

✔ Mulch or leaf debris where SWD pupate

This increases parasitoid survival and parasitism rates.

'''Integrate With Other Management Tools (Highly Recommended)'''

Combine ''T. drosophilae'' releases with:

✔ '''Good sanitation''': remove fallen/overripe fruit

✔ '''Mass trapping''' (apple cider vinegar or yeast traps)

✔ '''Exclusion netting''' on fruiting crops

✔ '''Cold storage''' immediately after harvest

These methods help keep SWD populations at levels parasitoids can manage.

'''Monitor Parasitism Success'''

To confirm establishment:

'''How to check:'''

* Collect SWD pupae from soil or fallen fruit
* Rear them in containers
* Count parasitoid emergence vs. fly emergence

A good establishment rate:

* 15–40% parasitism depending on season and habitat

'''Testimonials:'''

# In Switzerland, farmers collaborating with the Agroscope research institute reported notable decreases in ''D. suzukii'' infestation levels after repeated releases of ''T. drosophilae''.

What they did:

* Conducted weekly to biweekly releases of ''T. drosophilae'' during the fruiting period.
* Released 1,500–3,000 adult parasitoids per hectare.
* Used multiple release points per field to ensure broad coverage.
* Continued releases from early summer until the end of harvest.

Why it worked:

* ''T. drosophilae'' parasitizes the pupal stage of ''D. suzukii'' in soil and fallen fruit.
* Continuous releases allowed the parasitoids to build a stable population in orchards and berry plantations.
* Farmers recorded lower SWD pupal survival, leading to reduced adult emergence.

2. A study by Knoll et al. (2022) found that the wasp established well under greenhouse and field conditions, maintaining natural pest suppression even after releases ceased.What Knoll et al. (2022) Did to Control ''Drosophila suzukii''

Knoll et al. (2022) conducted one of the most important European studies on the use, establishment, and long-term effectiveness of ''Trichopria drosophilae'', a pupal parasitoid against ''Drosophila suzukii''. Their goal was to test whether repeated releases would allow the parasitoid to establish, persist, and continue providing natural biological control even after releases stopped. They combined controlled greenhouse experiments and real field trials.

'''Repeated Releases of ''Trichopria drosophilae'''''

The core of their strategy was the augmentative release of the parasitoid in both greenhouse and field environments.

What they did:

* Released ''T. drosophilae'' in multiple weekly rounds.
* Each release introduced several hundred to several thousand adult parasitoids.
* Releases were done during periods of high ''D. suzukii'' pupal availability.
* Parasitoids were released directly near fruiting plants and SWD hotspot zones.

'''Purpose:'''

To increase parasitoid numbers until they could self-establish in the environment and begin suppressing pupae naturally.

'''Provided Host Pupae for Initial Establishment'''

* Because ''T. drosophilae'' parasitizes SWD pupae, researchers ensured that enough D. suzukii pupae were present during early releases.
* They did this by:
* Allowing controlled infestation of fruit (greenhouses).
* Using natural SWD infestations (field orchards).
* Providing artificial pupation substrates in some experiments.
** This created a continuous host supply, helping the parasitoid population grow.
* Measured Parasitism Rates and Population Persistence
** To confirm establishment, Knoll et al. collected SWD pupae periodically and checked:
* How many parasitoids emerged
* How many SWD emerged
* Whether parasitoids persisted long after releases ended
** They found that parasitoid emergence continued even months after the last release, indicating successful:
** ✔ establishment ✔ reproduction ✔ overwintering (in outdoor settings)
** This demonstrated classical biological control potential.
* '''Evaluated Long-Term Suppression of SWD Populations'''
* Knoll et al. measured the impact on SWD density by comparing:
* control plots (no parasitoids)
* treated plots (with releases)
** Results:
* SWD populations were significantly lower in treated plots.
* Parasitism persisted even when the releases were stopped.
* In greenhouses, suppression was particularly strong due to stable conditions.
* In field sites, ''T. drosophilae'' successfully overwintered and reappeared in spring.
* This proved the parasitoid can provide self-sustaining natural suppression.

'''Integrated Cultural and Monitoring Practices'''

* While the main focus was parasitoid release, they also implemented:
** ✔ Monitoring traps: To track adult SWD density over time.
** ✔ Standard sanitation: Removing fallen fruit reducing breeding sites and increasing the parasitoids’ effectiveness.
** ✔ Habitat structure: Providing microhabitats (soil, leaf litter) where pupae accumulate, supporting parasitization.

=== Research and Innovation ===
Farm level control of ''Drosophila suzukii'' now benefits from research on semio chemical traps, genetic approaches, and plant based defenses, but these ideas must be translated into simple actions farmers can apply directly in orchards and berry farms. The goal is to reduce fruit damage, cut pesticide use, and maintain yields through low cost, sustainable methods.

==== 1. Use affordable semio chemical traps around the farm ====
Researchers have identified fruit volatiles that attract ''D. suzukii'' adults. Farmers can apply this by installing homemade or commercial lure based traps at field borders and inside the orchard. Plastic bottles with small entry holes, baited with yeast sugar solution or vinegar fruit blends, can monitor and capture adult flies. Consistent weekly replacement of bait maintains trap strength. This reduces egg laying on ripening fruits and helps farmers detect pest arrival early before damage escalates.

==== 2. Combine trapping with sanitation practices ====
Infested fruits are rich sources of volatiles that attract more ''D. suzukii''. Removing fallen fruits, overripe berries, and waste piles breaks the pest’s reproductive cycle. Farmers who combine traps with strict field sanitation often report reduced population build up since the flies lose breeding sites.

==== 3. Select and manage tolerant plant varieties ====
Some fruit varieties have firmer skins, higher acidity, or natural volatile profiles that discourage ''D. suzukii'' oviposition. While breeding programs continue to develop resistant lines, farmers can already select varieties known to mature earlier or maintain tougher skin strength, reducing pest attack windows.

==== 4. Encourage beneficial microbes and plant endophytes ====
Studies show that certain microbial endophytes can affect fruit softness and volatile emissions, making fruits less attractive to ''D. suzukii''. Farmers can support this naturally by using compost teas, organic amendments, and microbial inoculants that strengthen plant vigor. Healthy plants maintain firmer fruits, slowing larval penetration.

==== 5. Apply botanical or biological products when pressure increases ====
When trap counts rise, low toxicity biocontrols such as neem based products, spinosad preparations, or entomopathogenic fungi can be applied. These products target adults or larvae with low impact on natural enemies and align well with integrated pest management. Their effectiveness improves when used alongside good trapping and sanitation.

==== 6. Integrate crop environment management ====
Dense canopies and high humidity favor ''D. suzukii'' survival. Pruning to increase airflow, reducing excessive irrigation, and harvesting fruits as soon as they ripen limits favorable conditions. Farms that adjust microclimate often see fewer eggs per fruit.

==== 7. Future tools may include genetic control ====
Although still under development, genetic strategies such as sterile male releases or gene based population suppression may one day complement farm management. For now, farmers can prepare by maintaining updated knowledge through extension programs.

== Conclusion ==
''Drosophila suzukii'' has transformed soft fruit pest management. Unlike most Drosophila species that infest damaged fruit, it uses a serrated ovipositor to lay eggs in healthy ripening fruit, making it uniquely destructive. Its fast reproduction, broad host range, and adaptability to varied climates have fueled its global spread and created persistent challenges for growers on multiple continents. The pest produces several overlapping generations each season, which increases damage and complicates control efforts (Lee et al., 2011; Asplen et al., 2015).

Chemical control offers limited success because larvae develop inside fruit, adults remain present throughout the season, and resistance risks continue to rise. Regulatory demands for lower pesticide residues further emphasize the need for sustainable approaches (Haye et al., 2016). Effective management therefore depends on coordinated strategies that integrate ecological knowledge, biological solutions, and supportive policy frameworks.

Biological control has emerged as one of the most promising avenues. Trichopria drosophilae, a pupal parasitoid, and Leptopilina japonica, a larval parasitoid, target different developmental stages of the pest. Both species have demonstrated strong performance in laboratory and field studies and show consistent parasitism that supports long term suppression (Wang et al., 2016; Nomano et al., 2017; Knoll et al., 2022). Their complementary roles strengthen integrated biological control programs and reduce reliance on chemicals.

''D. suzukii'' reflects a broader shift toward sustainable pest management, where invasive species require multi layered responses. The integration of key parasitoids such as T. drosophilae and L. japonica represents an essential step toward lowering economic losses, reducing pesticide inputs, and building more resilient fruit production systems.

== Références ==
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==Annexes==
{{Pages liées}}
{{S'attaque aux cultures | Apricot
| Cherry
| Raspberry
| Blueberry
| Peach
| Vine}}
{{Techniques favorisant la présence de ce bioagresseur}}
{{Cultures favorisant la présence de ce bioagresseur}}
{{Autres bioagresseurs favorisant la présence de ce bioagresseur}}
{{#set: GECO import on = 01/02/2021}}

[[Category:Insecte (bioagresseur)]]
[[fr:Drosophile (Drosophila suzukii)]]

Drosophila suzukii: The Silent Invader Threatening Soft Fruit Production

2025-12-14T03:40:19Z

Gilbert Chigozie Okeke (3595150791): Created page with "{{Pratique |Type de production=Horticulture - Aromatic and medicinal plants |Objectif=Reduction in IFT }} Over the past two decades, Drosophila suzukii, commonly known as the Spotted Wing Drosophila, has become one of the most destructive insect pests of soft fruits worldwide (Asplen ''et al''., 2015). Native to Southeast Asia, the species has expanded rapidly into Europe, North America, South America, and Africa, where it has caused major economic losses in fruit produc..."

{{Pratique
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Over the past two decades, Drosophila suzukii, commonly known as the Spotted Wing Drosophila, has become one of the most destructive insect pests of soft fruits worldwide (Asplen ''et al''., 2015). Native to Southeast Asia, the species has expanded rapidly into Europe, North America, South America, and Africa, where it has caused major economic losses in fruit production systems (Cini, Ioriatti, & Anfora, 2012; Deprá, Poppe, Schmitz, De Toni, & Valente, 2014). Unlike most species in the Drosophila genus that colonize damaged or fermenting fruits, D. suzukii possesses a serrated ovipositor that allows females to lay eggs inside healthy, ripening fruits, making management exceptionally challenging (Walsh, Bolda, Goodhue, Dreves, Lee, Bruck, Walton, & Zalom, 2011).
==Description==
'''Introduction'''

Over the past two decades, Drosophila suzukii, commonly known as the Spotted Wing Drosophila, has become one of the most destructive insect pests of soft fruits worldwide (Asplen ''et al''., 2015). Native to Southeast Asia, the species has expanded rapidly into Europe, North America, South America, and Africa, where it has caused major economic losses in fruit production systems (Cini, Ioriatti, & Anfora, 2012; Deprá, Poppe, Schmitz, De Toni, & Valente, 2014). Unlike most species in the Drosophila genus that colonize damaged or fermenting fruits, D. suzukii possesses a serrated ovipositor that allows females to lay eggs inside healthy, ripening fruits, making management exceptionally challenging (Walsh, Bolda, Goodhue, Dreves, Lee, Bruck, Walton, & Zalom, 2011).

''Drosophila suzukii''

'''Biology and Identification'''

''Drosophila suzukii'' belongs to the family Drosophilidae, and adults are generally small, measuring about 2 to 3 millimeters with red eyes and a yellowish brown body (Hauser, 2011). The species is easily recognized by the serrated ovipositor of the female, a saw like structure that enables her to penetrate the skin of healthy fruits during oviposition (Cini, Ioriatti, & Anfora, 2012). Males can be distinguished by the presence of a dark spot near the tip of each wing, which is the basis for the common name Spotted Wing Drosophila (Walsh ''et al''., 2011). The insect has a rapid life cycle that typically spans 10 to 14 days under favorable conditions, supporting several overlapping generations annually (Asplen ''et al''., 2015). Larvae develop inside the fruit after hatching, feeding on the pulp and rendering the fruit unmarketable within a short period (Lee, Bruck, Curry, Edwards, & Haviland, 2011).

Life circle of ''Drosophila suzukii''

'''Host Range and Crop Damage'''

The pest attacks a wide variety of soft skinned fruits, including strawberries (Fragaria spp.), blueberries (Vaccinium spp.), raspberries (Rubus spp.), cherries (Prunus spp.) and grapes (Vitis vinifera), all of which have been confirmed as preferred hosts of Drosophila suzukii (Lee ''et al.'', 2011; Cini, Ioriatti, & Anfora, 2012). Females lay eggs in ripening fruits, where the larvae develop and feed, causing softening, collapse, and encouraging secondary infection by fungi and bacteria (Mazzetto, Marchetti, & Isaia, 2015). The damage is often not visible in the early stages, which leads to contamination during harvest and rejection at markets (Walsh ''et al''., 2011). In regions with severe infestations, yield losses can reach up to 80 percent depending on the crop and prevailing climatic conditions (Asplen ''et al.'', 2015).

'''Ecology and Distribution'''

Originally described in Japan in 1916, Drosophila suzukii has since spread across almost every continent except Antarctica, making it one of the most successful invasive fruit pests known today (Kanzawa, 1939; Asplen ''et al''., 2015). Its global expansion is supported by several biological and ecological advantages, including high reproductive rates, a wide host range, adaptability to diverse climatic conditions, and the accelerating movement of fruits and plant materials through international trade (Cini, Ioriatti, & Anfora, 2012; Fraimout ''et al.'', 2017). Population growth is typically favored in warm and humid regions, yet the species can withstand mild winters and persist in protected environments such as greenhouses and sheltered microclimates (Enriquez & Colinet, 2017).

'''Impact on Global Agriculture'''

The rapid spread of Drosophila suzukii has disrupted fruit industries in many countries, placing considerable pressure on production systems and supply chains (Asplen ''et al.'', 2015). In Europe and the United States, annual control costs combined with crop losses amount to several hundreds of millions of dollars due to the pest’s aggressive infestation of marketable fruits (Bolda, Goodhue, & Zalom, 2010; De Ros ''et al.'', 2013). The threat is even more severe for smallholder farmers in developing regions, where limited surveillance capacity and inadequate access to control measures leave fruit crops highly vulnerable (Mazzi & Dorn, 2012). Climate change is expected to intensify these challenges by expanding suitable habitats and lengthening periods of pest activity, making D. suzukii a growing global concern for horticulture and food security (Gutierrez ''et al''., 2016).

'''Detection and Monitoring'''

Early detection is crucial for managing ''D. suzukii'' populations. Monitoring is commonly done using:

* Apple cider vinegar or yeast-sugar traps
* Commercial lures containing fermentation based attractions
* Visual inspection of ripening fruits and leaves

Traps are usually placed at canopy level and checked weekly. Monitoring results guides the timing of control measures, reducing unnecessary pesticide applications and helping integrate control strategies effectively.

'''Management Strategies'''

'''Biological Control Using Parasitic Wasps'''

Among the most promising natural enemies identified for managing Drosophila suzukii are two parasitic wasps, Trichopria drosophilae and Leptopilina japonica. These beneficial insects have been widely investigated for their ability to suppress D. suzukii populations, and several studies have demonstrated their effectiveness both in controlled laboratory experiments and in field environments (Girod ''et al.'', 2018; Wang ''et al.'', 2020; Knoll, Herz, & Vogt, 2022). Their capacity to parasitize the pupal and larval stages of the pest makes them valuable candidates for incorporation into integrated biological control strategies.

'''1. ''Trichopria drosophiliae'' (Hymenoptera Diapridae)'''

''Trichopria drosophilae'' is a pupal parasitoid that targets the pupal stage of Drosophila suzukii within fruit or soil, making it an important natural enemy in biological control programs. The female wasp actively searches for infested fruit or substrates that contain D. suzukii pupae and deposits her eggs inside them. As the parasitoid larva develops, it consumes the host pupa from within and prevents the emergence of the adult fly (van Lenteren ''et al''., 2018; Knoll, Herz, and Vogt, 2022; Wang, Nance, and Daane, 2020). This mode of action provides a direct reduction in pest populations and supports its use in integrated pest management.

''' ''Trichopria drosophiliae'''''

'''''2. Ganaspis'' cf. ''brasiliensis'' (Hymenoptera, Figitidae)'''

A figitid wasp of the genus Ganaspis was the most frequently reared parasitoid of ''Drosophila suzukii'' in surveys conducted in China and Japan, appearing in every sample from which parasitoids emerged (Daane ''et a''l., 2016; Girod ''et al''., 2018). This species consistently achieved the highest parasitism rates across both countries, highlighting its strong association with the pest. The same parasitoid was also recovered from samples collected in Hubei Province, where ''Drosophila subpulchrella'' emerged in the absence of ''D. suzukii'', indicating that G. cf. brasiliensis is capable of parasitizing this closely related host as well (Girod et al., 2018; Wang et al., 2020).

'''3. Leptopilina japonica (Hymenoptera: Figitidae)'''

''Leptopilina japonica'' is a larval parasitoid native to Asia and one of the most frequently encountered natural enemies associated with Drosophila suzukii in its region of origin. The female wasp parasitizes D. suzukii larvae while they are still developing inside fruits, inserting an egg directly into the host larval body. As the parasitoid embryo develops, it feeds internally and ultimately kills the fly larva before it can pupate (Kasuya et al., 2013; Girod ''et al.'', 2018; Wang, Nance, and Daane, 2020). This lethal interaction makes L. japonica a promising candidate for biological control programs targeting D. suzukii.

'''''Trichopria drosophiliae'' as a Biological Control:'''

* In Europe, particularly in Switzerland and Italy, ''T. drosophilae'' has been mass reared and released in berry and cherry orchards as part of biological control programs.
* Field releases have shown parasitism rates ranging from 20–60%, depending on climatic conditions and pest density.

'''Advantages'''

* It integrates well into Integrated Pest Management (IPM) programs because it targets the pest without affecting beneficial species or fruit quality.

'''How to Obtain It:'''

* ''T. drosophilae'' can be obtained from commercial biocontrol suppliers in Europe (e.g., Andermatt Biocontrol, Biobest, and Koppert Biological Systems).
* For research purposes, colonies can be maintained in laboratory insectaries using ''D. suzukii'' pupae as hosts.
* When importing, users must comply with national quarantine and biosafety regulations to prevent unintended ecological effects.

'''''Ganaspis cf. brasiliensis and Leptopilina japonica'' as Biological Control:'''

* ''L. japonica'' has been naturally associated with ''D. suzukii'' in Japan, China, and South Korea and has recently established in parts of North America (Canada and the U.S.) as an adventive species.
* Field studies in British Columbia showed up to 65% larval parasitism in unmanaged fruit fields, suggesting it can contribute significantly to long-term population regulation.

'''Advantages'''

* Researchers consider ''L. japonica'' a promising candidate for classical biological control, where it could be introduced to regions heavily affected by ''D. suzukii''.

'''How to Obtain It:'''

* Currently, ''L. japonica'' is primarily available through research collaborations or biological control programs rather than commercial suppliers.
* Scientists in Europe and North America are studying its mass-rearing protocols and biosafety evaluations before wider release.
* Interested institutions can request cultures through international research networks such as the IOBC (International Organization for Biological Control).

'''Introduction of Parasitoid into a Farm'''

Purchase from a certified biocontrol supplier such as Biobest, Koppert, Andernatt and BioControl companies specializing in Dipteran parasitoids. You typically buy ''T. drosophilae'' as:

* parasitized pupae
* or emerging adults

'''Best time for release:'''

* Early in the season when SWD populations begin to build
* Continue releases throughout fruiting period (every 1–2 weeks)

'''Temperature requirement'''

* Optimal activity: 18–25°C
* Avoid release during heavy rain or extreme heat.

'''A. Field Releases (Orchards, Berry Farms, Vineyards)'''

'''Step 1: Distribute release containers'''

Place parasitoid release points:

* Near fruiting zones
* At field edges (SWD hotspots)
* Near shaded, humid spots (parasitoids avoid desiccation)
* In areas with fallen or damaged fruit

'''Recommended density:'''

* 1,500–3,000 individuals per hectare per release
* Repeat every 7–14 days during infestation peaks

'''Step 2 : Hang release cards/cups'''

* Attach to branches at waist height
* Avoid direct sunlight
* Spread evenly (every 20–25 meters)

'''Step 3 : Reduce pesticide interference'''

* STOP using broad-spectrum insecticides
* If needed, choose SWD-targeted sprays compatible with parasitoids (Spinosad is harmful; some biopesticides are safer)

'''B. Greenhouse or High Tunnel Introductions'''

These environments offer excellent establishment conditions.

Method:

* Release parasitoids close to fruit clusters
* Place containers in shaded corners
* Maintain humidity around 60–80%

Release rate:

* '''500–1,000 parasitoids per 1,000 m²'''
* Repeat every 1–2 weeks

'''Enhance Their Establishment'''

Parasitoids need alternative food sources and shelter.

'''Provide:'''

✔ Nectar plants (buckwheat, sweet alyssum)

✔ Sugar sprays (10% sugar water for adult feeding)

✔ Mulch or leaf debris where SWD pupate

This increases parasitoid survival and parasitism rates.

'''Integrate With Other Management Tools (Highly Recommended)'''

Combine ''T. drosophilae'' releases with:

✔ '''Good sanitation''': remove fallen/overripe fruit

✔ '''Mass trapping''' (apple cider vinegar or yeast traps)

✔ '''Exclusion netting''' on fruiting crops

✔ '''Cold storage''' immediately after harvest

These methods help keep SWD populations at levels parasitoids can manage.

'''Monitor Parasitism Success'''

To confirm establishment:

'''How to check:'''

* Collect SWD pupae from soil or fallen fruit
* Rear them in containers
* Count parasitoid emergence vs. fly emergence

A good establishment rate:

* 15–40% parasitism depending on season and habitat

'''Testimonials:'''

# In Switzerland, farmers collaborating with the Agroscope research institute reported notable decreases in ''D. suzukii'' infestation levels after repeated releases of ''T. drosophilae''.

What they did:

* Conducted weekly to biweekly releases of ''T. drosophilae'' during the fruiting period.
* Released 1,500–3,000 adult parasitoids per hectare.
* Used multiple release points per field to ensure broad coverage.
* Continued releases from early summer until the end of harvest.

Why it worked:

* ''T. drosophilae'' parasitizes the pupal stage of ''D. suzukii'' in soil and fallen fruit.
* Continuous releases allowed the parasitoids to build a stable population in orchards and berry plantations.
* Farmers recorded lower SWD pupal survival, leading to reduced adult emergence.

2. A study by Knoll et al. (2022) found that the wasp established well under greenhouse and field conditions, maintaining natural pest suppression even after releases ceased.What Knoll et al. (2022) Did to Control ''Drosophila suzukii''

Knoll et al. (2022) conducted one of the most important European studies on the use, establishment, and long-term effectiveness of ''Trichopria drosophilae'', a pupal parasitoid against ''Drosophila suzukii''. Their goal was to test whether repeated releases would allow the parasitoid to establish, persist, and continue providing natural biological control even after releases stopped. They combined controlled greenhouse experiments and real field trials.

'''Repeated Releases of ''Trichopria drosophilae'''''

The core of their strategy was the augmentative release of the parasitoid in both greenhouse and field environments.

What they did:

* Released ''T. drosophilae'' in multiple weekly rounds.
* Each release introduced several hundred to several thousand adult parasitoids.
* Releases were done during periods of high ''D. suzukii'' pupal availability.
* Parasitoids were released directly near fruiting plants and SWD hotspot zones.

'''Purpose:'''

To increase parasitoid numbers until they could self-establish in the environment and begin suppressing pupae naturally.

'''Provided Host Pupae for Initial Establishment'''

* Because ''T. drosophilae'' parasitizes SWD pupae, researchers ensured that enough D. suzukii pupae were present during early releases.
* They did this by:
* Allowing controlled infestation of fruit (greenhouses).
* Using natural SWD infestations (field orchards).
* Providing artificial pupation substrates in some experiments.
** This created a continuous host supply, helping the parasitoid population grow.
* Measured Parasitism Rates and Population Persistence
** To confirm establishment, Knoll et al. collected SWD pupae periodically and checked:
* How many parasitoids emerged
* How many SWD emerged
* Whether parasitoids persisted long after releases ended
** They found that parasitoid emergence continued even months after the last release, indicating successful:
** ✔ establishment ✔ reproduction ✔ overwintering (in outdoor settings)
** This demonstrated classical biological control potential.
* '''Evaluated Long-Term Suppression of SWD Populations'''
* Knoll et al. measured the impact on SWD density by comparing:
* control plots (no parasitoids)
* treated plots (with releases)
** Results:
* SWD populations were significantly lower in treated plots.
* Parasitism persisted even when the releases were stopped.
* In greenhouses, suppression was particularly strong due to stable conditions.
* In field sites, ''T. drosophilae'' successfully overwintered and reappeared in spring.
* This proved the parasitoid can provide self-sustaining natural suppression.

'''Integrated Cultural and Monitoring Practices'''

* While the main focus was parasitoid release, they also implemented:
** ✔ Monitoring traps: To track adult SWD density over time.
** ✔ Standard sanitation: Removing fallen fruit reducing breeding sites and increasing the parasitoids’ effectiveness.
** ✔ Habitat structure: Providing microhabitats (soil, leaf litter) where pupae accumulate, supporting parasitization.

'''Research and Innovation'''

Farm level control of ''Drosophila suzukii'' now benefits from research on semio chemical traps, genetic approaches, and plant based defenses, but these ideas must be translated into simple actions farmers can apply directly in orchards and berry farms. The goal is to reduce fruit damage, cut pesticide use, and maintain yields through low cost, sustainable methods.

'''1. Use affordable semio chemical traps around the farm'''

Researchers have identified fruit volatiles that attract ''D. suzukii'' adults. Farmers can apply this by installing homemade or commercial lure based traps at field borders and inside the orchard. Plastic bottles with small entry holes, baited with yeast sugar solution or vinegar fruit blends, can monitor and capture adult flies. Consistent weekly replacement of bait maintains trap strength. This reduces egg laying on ripening fruits and helps farmers detect pest arrival early before damage escalates.

'''2. Combine trapping with sanitation practices'''

Infested fruits are rich sources of volatiles that attract more ''D. suzukii''. Removing fallen fruits, overripe berries, and waste piles breaks the pest’s reproductive cycle. Farmers who combine traps with strict field sanitation often report reduced population build up since the flies lose breeding sites.

'''3. Select and manage tolerant plant varieties'''

Some fruit varieties have firmer skins, higher acidity, or natural volatile profiles that discourage ''D. suzukii'' oviposition. While breeding programs continue to develop resistant lines, farmers can already select varieties known to mature earlier or maintain tougher skin strength, reducing pest attack windows.

'''4. Encourage beneficial microbes and plant endophytes'''

Studies show that certain microbial endophytes can affect fruit softness and volatile emissions, making fruits less attractive to ''D. suzukii''. Farmers can support this naturally by using compost teas, organic amendments, and microbial inoculants that strengthen plant vigor. Healthy plants maintain firmer fruits, slowing larval penetration.

'''5. Apply botanical or biological products when pressure increases'''

When trap counts rise, low toxicity biocontrols such as neem based products, spinosad preparations, or entomopathogenic fungi can be applied. These products target adults or larvae with low impact on natural enemies and align well with integrated pest management. Their effectiveness improves when used alongside good trapping and sanitation.

'''6. Integrate crop environment management'''

Dense canopies and high humidity favor ''D. suzukii'' survival. Pruning to increase airflow, reducing excessive irrigation, and harvesting fruits as soon as they ripen limits favorable conditions. Farms that adjust microclimate often see fewer eggs per fruit.

'''7. Future tools may include genetic control'''

Although still under development, genetic strategies such as sterile male releases or gene based population suppression may one day complement farm management. For now, farmers can prepare by maintaining updated knowledge through extension programs.

'''Conclusion'''

''Drosophila suzukii'' has transformed soft fruit pest management. Unlike most Drosophila species that infest damaged fruit, it uses a serrated ovipositor to lay eggs in healthy ripening fruit, making it uniquely destructive. Its fast reproduction, broad host range, and adaptability to varied climates have fueled its global spread and created persistent challenges for growers on multiple continents. The pest produces several overlapping generations each season, which increases damage and complicates control efforts (Lee et al., 2011; Asplen et al., 2015).

Chemical control offers limited success because larvae develop inside fruit, adults remain present throughout the season, and resistance risks continue to rise. Regulatory demands for lower pesticide residues further emphasize the need for sustainable approaches (Haye et al., 2016). Effective management therefore depends on coordinated strategies that integrate ecological knowledge, biological solutions, and supportive policy frameworks.

Biological control has emerged as one of the most promising avenues. Trichopria drosophilae, a pupal parasitoid, and Leptopilina japonica, a larval parasitoid, target different developmental stages of the pest. Both species have demonstrated strong performance in laboratory and field studies and show consistent parasitism that supports long term suppression (Wang et al., 2016; Nomano et al., 2017; Knoll et al., 2022). Their complementary roles strengthen integrated biological control programs and reduce reliance on chemicals.

''D. suzukii'' reflects a broader shift toward sustainable pest management, where invasive species require multi layered responses. The integration of key parasitoids such as T. drosophilae and L. japonica represents an essential step toward lowering economic losses, reducing pesticide inputs, and building more resilient fruit production systems.

'''Références'''

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Girod, P., Rossignaud, L., Turlings, T. C. J., Kenis, M., & Haye, T. (2018). Development of Asian larval parasitoids of Drosophila suzukii in fruits of common host plants in Europe. Journal of Pest Science, 91, 29 - 39.

{{Annexes de la pratique}}

Drosophila suzukii : L'envahisseur silencieux qui menace la production de petits fruits

2025-12-14T03:35:30Z

Gilbert Chigozie Okeke (3595150791): Created page with "{{Pratique |Type de production=Horticulture - Aromatic and medicinal plants |Objectif=Reduction in IFT }} Au cours des deux dernières décennies, Drosophila suzukii , communément appelée drosophile à ailes tachetées, est devenue l'un des ravageurs les plus destructeurs des petits fruits à l'échelle mondiale (Asplen ''et al'' ., 2015). Originaire d'Asie du Sud-Est, cette espèce s'est rapidement répandue en Europe, en Amérique du Nord, en Amériqu..."

{{Pratique
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Au cours des deux dernières décennies, Drosophila suzukii , communément appelée drosophile à ailes tachetées, est devenue l'un des ravageurs les plus destructeurs des petits fruits à l'échelle mondiale (Asplen ''et al'' ., 2015). Originaire d'Asie du Sud-Est, cette espèce s'est rapidement répandue en Europe, en Amérique du Nord, en Amérique du Sud et en Afrique, où elle a engendré d'importantes pertes économiques dans les systèmes de production fruitière (Cini, Ioriatti et Anfora , 2012 ; Deprá , Poppe, Schmitz, De Toni et Valente, 2014). Contrairement à la plupart des espèces du genre Drosophila qui colonisent les fruits endommagés ou en fermentation, D. suzukii possède un ovipositeur dentelé permettant aux femelles de pondre leurs œufs à l'intérieur de fruits sains et mûrs, ce qui rend sa gestion particulièrement difficile (Walsh, Bolda, Goodhue, Dreves, Lee, Bruck, Walton et Zalom , 2011).
==Description==
'''Introduction'''

Au cours des deux dernières décennies, Drosophila suzukii , communément appelée drosophile à ailes tachetées, est devenue l'un des ravageurs les plus destructeurs des petits fruits à l'échelle mondiale (Asplen ''et al'' ., 2015). Originaire d'Asie du Sud-Est, cette espèce s'est rapidement répandue en Europe, en Amérique du Nord, en Amérique du Sud et en Afrique, où elle a engendré d'importantes pertes économiques dans les systèmes de production fruitière (Cini, Ioriatti et Anfora , 2012 ; Deprá , Poppe, Schmitz, De Toni et Valente, 2014). Contrairement à la plupart des espèces du genre Drosophila qui colonisent les fruits endommagés ou en fermentation, D. suzukii possède un ovipositeur dentelé permettant aux femelles de pondre leurs œufs à l'intérieur de fruits sains et mûrs, ce qui rend sa gestion particulièrement difficile (Walsh, Bolda, Goodhue, Dreves, Lee, Bruck, Walton et Zalom , 2011).

''Drosophila suzukii''

'''Biologie et identification'''

''Drosophila suzukii'' appartient à la famille des Drosophilidae. Les adultes sont généralement petits, mesurant environ 2 à 3 millimètres, avec des yeux rouges et un corps brun jaunâtre (Hauser, 2011). L'espèce est facilement reconnaissable à l'ovipositeur dentelé de la femelle, une structure en forme de scie qui lui permet de percer la peau des fruits sains lors de la ponte (Cini, Ioriatti et Anfora , 2012). Les mâles se distinguent par la présence d'une tache sombre près de l'extrémité de chaque aile, d'où leur nom commun de drosophile à ailes tachetées (Walsh ''et al'' ., 2011). Cet insecte a un cycle de vie rapide qui dure généralement de 10 à 14 jours dans des conditions favorables, permettant ainsi plusieurs générations se succédant chaque année (Asplen ''et al'' ., 2015). Les larves se développent à l'intérieur du fruit après l'éclosion, se nourrissant de la pulpe et rendant le fruit invendable en peu de temps (Lee, Bruck, Curry, Edwards et Haviland, 2011).

Cycle de vie de ''Drosophila suzukii''

'''Gamme d'hôtes et dommages aux cultures'''

Ce ravageur s'attaque à une grande variété de fruits à peau fine, notamment les fraises (Fragaria spp.), les myrtilles (Vaccinium spp.), les framboises (Rubus spp.), les cerises (Prunus spp.) et les raisins (Vitis vinifera), tous reconnus comme hôtes de prédilection de Drosophila suzukii (Lee ''et al.'' , 2011 ; Cini, Ioriatti et Anfora , 2012). Les femelles pondent leurs œufs dans les fruits en maturation, où les larves se développent et se nourrissent, provoquant leur ramollissement et leur flétrissement, et favorisant les infections secondaires par des champignons et des bactéries ( Mazzetto , Marchetti et Isaia, 2015). Les dégâts sont souvent invisibles aux premiers stades, ce qui entraîne une contamination lors de la récolte et le rejet des produits sur les marchés (Walsh ''et al'' ., 2011). Dans les régions où les infestations sont graves, les pertes de rendement peuvent atteindre jusqu’à 80 % selon la culture et les conditions climatiques en vigueur (Asplen ''et al.'' , 2015).

'''Écologie et distribution'''

Décrite initialement au Japon en 1916, Drosophila suzukii s'est depuis répandue sur presque tous les continents, à l'exception de l'Antarctique, ce qui en fait l'un des ravageurs des fruits invasifs les plus prolifiques connus à ce jour ( Kanzawa , 1939 ; Asplen ''et al'' ., 2015). Son expansion mondiale est favorisée par plusieurs avantages biologiques et écologiques, notamment un taux de reproduction élevé, un large éventail d'hôtes, une capacité d'adaptation à diverses conditions climatiques et l'accélération des échanges de fruits et de matériel végétal liés au commerce international (Cini, Ioriatti et Anfora , 2012 ; Fraimout). ''et al.'' , 2017). La croissance démographique est généralement favorisée dans les régions chaudes et humides, mais l'espèce peut résister à des hivers doux et persister dans des environnements protégés tels que les serres et les microclimats abrités (Enriquez & Colinet , 2017).

'''Impact sur l'agriculture mondiale'''

La propagation rapide de Drosophila suzukii a perturbé les filières fruitières de nombreux pays, exerçant une pression considérable sur les systèmes de production et les chaînes d'approvisionnement (Asplen ''et al.'' , 2015). En Europe et aux États-Unis, les coûts annuels de lutte, combinés aux pertes de récoltes, se chiffrent à plusieurs centaines de millions de dollars en raison de l'infestation agressive des fruits commercialisables par ce ravageur (Bolda, Goodhue et Zalom , 2010 ; De Ros ''et al.'' , 2013). La menace est encore plus grave pour les petits exploitants agricoles des régions en développement, où les capacités de surveillance limitées et l'accès insuffisant aux mesures de lutte rendent les cultures fruitières extrêmement vulnérables (Mazzi et Dorn, 2012). Le changement climatique devrait intensifier ces difficultés en étendant les habitats favorables et en allongeant les périodes d'activité du ravageur, faisant de D. suzukii une préoccupation mondiale croissante pour l'horticulture et la sécurité alimentaire (Gutierrez ''et al'' ., 2016).

'''Détection et surveillance'''

La détection précoce est essentielle à la gestion des populations ''de D. suzukii'' . La surveillance s'effectue généralement à l'aide de :

* Pièges à vinaigre de cidre ou à levure-sucre
* Leurres commerciaux contenant des attractions à base de fermentation
* Inspection visuelle des fruits et des feuilles en cours de maturation

Les pièges sont généralement placés au niveau de la canopée et vérifiés chaque semaine. Le suivi des résultats permet d'orienter le calendrier des mesures de lutte, de réduire les applications inutiles de pesticides et de faciliter l'intégration efficace des stratégies de contrôle.

'''Stratégies de gestion'''

'''Lutte biologique par utilisation de guêpes parasites'''

Parmi les ennemis naturels les plus prometteurs pour la gestion de Drosophila suzukii figurent deux guêpes parasitoïdes, Trichopria drosophilae et Leptopilina japonica. Ces insectes auxiliaires ont fait l'objet de nombreuses recherches pour leur capacité à réduire les populations de D. suzukii , et plusieurs études ont démontré leur efficacité aussi bien en laboratoire qu'en conditions réelles (Girod ''et al.'' , 2018 ; Wang ''et al.'' , 2020 ; Knoll, Herz et Vogt, 2022). Leur capacité à parasiter les stades nymphal et larvaire du ravageur en fait des candidats précieux pour l'intégration dans des stratégies de lutte biologique intégrée.

'''1. ''Trichoprie drosophiles'' (Hymenoptera Diapridae )'''

''Trichopria drosophilae'' est un parasitoïde de pupe qui cible le stade nymphal de Drosophila suzukii dans les fruits ou le sol, ce qui en fait un ennemi naturel important dans les programmes de lutte biologique. La guêpe femelle recherche activement les fruits ou les substrats infestés contenant des pupes de D. suzukii et y dépose ses œufs. Au fur et à mesure de son développement, la larve parasitoïde consomme la pupe hôte de l'intérieur et empêche l'émergence de la mouche adulte (van Lenteren) . ''et al'' ., 2018 ; Knoll, Herz et Vogt, 2022 ; Wang, Nance et Daane, 2020). Ce mode d’action permet une réduction directe des populations de ravageurs et justifie son utilisation dans la lutte intégrée contre les ravageurs.

 ''' ''Trichopria drosophiles'''''

'''''2. Ganaspis'' cf. ''brasiliensis'' (Hymenoptera, Figitidae )'''

Une guêpe figitide du genre Ganaspis était le parasitoïde de ''Drosophila suzukii'' le plus fréquemment isolé lors d'études menées en Chine et au Japon, apparaissant dans tous les échantillons ayant permis l'émergence de parasitoïdes (Daane ''et'' al., 2016 ; Girod ''et al'' ., 2018). Cette espèce a systématiquement présenté les taux de parasitisme les plus élevés dans les deux pays, soulignant son association étroite avec le ravageur. Le même parasitoïde a également été retrouvé dans des échantillons prélevés dans la province du Hubei, où ''Drosophila subpulchrella'' a émergé en l'absence de ''D. suzukii'' , indiquant que G. cf. brasiliensis est également capable de parasiter cet hôte étroitement apparenté (Girod et al., 2018 ; Wang et al., 2020).

'''3. Leptopilina japonica (Hymenoptera : Figitidae )'''

''Leptopilina japonica'' est un parasitoïde larvaire originaire d'Asie et l'un des ennemis naturels les plus fréquemment rencontrés chez Drosophila suzukii dans sa région d'origine. La guêpe femelle parasite les larves de D. suzukii pendant leur développement à l'intérieur des fruits, en y déposant un œuf directement. L'embryon du parasitoïde se nourrit de l'intérieur de la larve et finit par la tuer avant sa nymphose (Kasuya et al., 2013 ; Girod ''et al.'' , 2018 ; Wang, Nance et Daane, 2020). Cette interaction létale fait de L. japonica un candidat prometteur pour les programmes de lutte biologique contre D. suzukii .

'''''Trichopria drosophiles'' comme moyen de lutte biologique :'''

* En Europe, notamment en Suisse et en Italie, ''T. drosophilae'' a été élevé en masse et relâché dans les vergers de baies et de cerisiers dans le cadre de programmes de lutte biologique.
* Les lâchers sur le terrain ont montré des taux de parasitisme allant de 20 à 60 %, en fonction des conditions climatiques et de la densité des ravageurs.

'''Avantages'''

* Il s'intègre bien aux programmes de lutte intégrée contre les ravageurs (LIR) car il cible le ravageur sans affecter les espèces bénéfiques ni la qualité des fruits.

'''Comment l'obtenir :'''

* ''T. drosophilae'' peut être obtenu auprès de fournisseurs commerciaux de biocontrôle en Europe (par exemple, Andermatt Biocontrol, Biobest et Koppert Biological Systems).
* À des fins de recherche, les colonies peuvent être maintenues dans des insectariums de laboratoire en utilisant des pupes ''de D. suzukii'' comme hôtes.
* Lors de l'importation, les utilisateurs doivent se conformer aux réglementations nationales en matière de quarantaine et de biosécurité afin de prévenir tout impact écologique non intentionnel.

'''''Ganaspis cf. brasiliensis et Leptopilina japonica'' comme agents de lutte biologique :'''

* ''L. japonica'' a été naturellement associée à ''D. suzukii'' au Japon, en Chine et en Corée du Sud et s'est récemment établie dans certaines parties de l'Amérique du Nord (Canada et États-Unis) en tant qu'espèce adventice.
* Des études de terrain menées en Colombie-Britannique ont montré un taux de parasitisme larvaire pouvant atteindre 65 % dans les vergers non gérés, ce qui suggère qu'il peut contribuer de manière significative à la régulation des populations à long terme.

'''Avantages'''

* Les chercheurs considèrent ''L. japonica'' comme un candidat prometteur pour la lutte biologique classique, où il pourrait être introduit dans les régions fortement touchées par ''D. suzukii'' .

'''Comment l'obtenir :'''

* Actuellement, ''L. japonica'' est principalement disponible par le biais de collaborations de recherche ou de programmes de lutte biologique plutôt que par des fournisseurs commerciaux.
* Des scientifiques en Europe et en Amérique du Nord étudient actuellement ses protocoles d'élevage à grande échelle et ses évaluations de biosécurité avant sa dissémination à plus grande échelle.
* Les institutions intéressées peuvent demander des cultures par l'intermédiaire de réseaux de recherche internationaux tels que l'IOBC (Organisation internationale de lutte biologique).

'''Introduction d'un parasitoïde dans une ferme'''

Achetez auprès d'un fournisseur de biocontrôle certifié tel que Biobest , Koppert, Andernatt et les entreprises BioControl spécialisées dans les parasitoïdes diptères. On achète généralement ''T. drosophilae'' sous forme de :

* pupes parasitées
* ou jeunes adultes

'''Meilleur moment pour la sortie :'''

* Au début de la saison, lorsque les populations de drosophiles à ailes tachetées commencent à se développer
* Poursuivre les lâchers tout au long de la période de fructification (toutes les 1 à 2 semaines).

'''Exigences de température'''

* Activité optimale : 18–25 °C
* Éviter le rejet en cas de fortes pluies ou de chaleur extrême.

'''A. Lâchers en plein champ (vergers, exploitations de petits fruits, vignobles)'''

'''Étape 1 : Distribuer les conteneurs de déploiement'''

Placer les points de lâcher de parasitoïdes :

* À proximité des zones de fructification
* En bordure des champs (points chauds de SWD)
* À proximité des endroits ombragés et humides (les parasitoïdes évitent la dessiccation)
* Dans les zones où les fruits sont tombés ou endommagés

'''Densité recommandée :'''

* 1 500 à 3 000 individus par hectare et par lâcher
* Répéter tous les 7 à 14 jours lors des pics d'infestation.

'''Étape 2 : Accrocher les cartes/gobelets de libération'''

* Fixez-les aux branches à hauteur de la taille.
* Évitez l'exposition directe au soleil.
* Répartir uniformément (tous les 20 à 25 mètres)

'''Étape 3 : Réduire les interférences des pesticides'''

* CESSEZ d'utiliser des insecticides à large spectre
* Si nécessaire, choisissez des pulvérisations ciblant la drosophile à ailes tachetées compatibles avec les parasitoïdes (le spinosad est nocif ; certains biopesticides sont plus sûrs).

'''B. Introductions en serre ou en tunnel haut'''

Ces environnements offrent d'excellentes conditions d'établissement.

Méthode:

* Relâcher les parasitoïdes à proximité des grappes de fruits
* Placez les récipients dans les coins ombragés.
* Maintenir l'humidité autour de 60 à 80 %.

Taux de diffusion :

* '''500 à 1 000 parasitoïdes par 1 000 m²'''
* Répéter toutes les 1 à 2 semaines

'''Améliorer leur établissement'''

Les parasitoïdes ont besoin de sources de nourriture et d'abris alternatifs.

'''Fournir:'''

✔ Plantes nectarifères (sarrasin, alysse odorante)

✔ Sprays sucrés (eau sucrée à 10 % pour l'alimentation des adultes)

✔ Paillis ou débris de feuilles à l'endroit où la drosophile à ailes tachetées se nymphose

Cela augmente les taux de survie des parasitoïdes et de parasitisme.

'''Intégration avec d'autres outils de gestion (fortement recommandée)'''

Associer les rejets ''de T. drosophilae'' à :

✔ '''Bonnes pratiques d'hygiène''' : enlever les fruits tombés ou trop mûrs

✔ '''Piégeage de masse''' (pièges au vinaigre de cidre ou à levures)

✔ '''Filets d'exclusion''' sur les cultures fruitières

✔ '''stockage frigorifique''' immédiatement après la récolte

Ces méthodes permettent de maintenir les populations de drosophiles à ailes tachetées à des niveaux gérables par les parasitoïdes.

'''Suivre le succès du parasitisme'''

Pour confirmer l'établissement :

'''Comment vérifier :'''

* Récupérez les pupes de la drosophile à ailes tachetées (SWD) dans le sol ou sur les fruits tombés.
* Élevez-les dans des conteneurs
* Compter l'émergence des parasitoïdes par rapport à l'émergence des mouches

Un bon taux d'établissement :

* Le parasitisme varie de 15 à 40 % selon la saison et l'habitat.

'''Témoignages :'''

# En Suisse, des agriculteurs collaborant avec l’ institut de recherche Agroscope ont signalé des diminutions notables des niveaux d’infestation ''de D. suzukii'' après des lâchers répétés de ''T. drosophilae'' .

Ce qu'ils ont fait :

* Des lâchers de ''T. drosophilae ont été effectués chaque semaine ou toutes les deux semaines'' pendant la période de fructification.
* Lâcher 1 500 à 3 000 parasitoïdes adultes par hectare.
* Utilisation de plusieurs points de déclenchement par champ pour assurer une large couverture.
* Des lâchers continus du début de l'été jusqu'à la fin des récoltes.

Pourquoi ça a fonctionné :

* ''T. drosophilae'' parasite le stade nymphal de ''D. suzukii'' dans le sol et les fruits tombés.
* Des lâchers continus ont permis aux parasitoïdes de constituer une population stable dans les vergers et les plantations de petits fruits.
* Les agriculteurs ont constaté une diminution du taux de survie des pupes de la drosophile à ailes tachetées, ce qui a entraîné une réduction de l'émergence des adultes.

2. Une étude de Knoll et al. (2022) a montré que la guêpe s'établissait bien en serre et en plein champ, maintenant une régulation naturelle des ravageurs même après l'arrêt des lâchers. Méthode utilisée par Knoll et al. (2022) pour lutter contre ''Drosophila suzukii''

Knoll et al. (2022) ont mené l'une des études européennes les plus importantes sur l'utilisation, l'établissement et l'efficacité à long terme de ''Trichopria drosophilae'' , un parasitoïde de pupe de ''Drosophila suzukii'' . Leur objectif était de vérifier si des lâchers répétés permettraient au parasitoïde de s'établir, de persister et de continuer à assurer une lutte biologique naturelle même après l'arrêt des lâchers. Ils ont combiné des expériences contrôlées en serre et des essais en plein champ.

'''Lâchers répétés de ''Trichopria drosophilae'''''

L'élément central de leur stratégie était le lâcher progressif du parasitoïde, aussi bien en serre qu'en plein champ.

Ce qu'ils ont fait :

* Lâchers de ''T. drosophilae'' en plusieurs cycles hebdomadaires.
* Chaque lâcher a introduit plusieurs centaines à plusieurs milliers de parasitoïdes adultes.
* Les lâchers ont été effectués pendant des périodes de forte disponibilité de chrysalides ''de D. suzukii'' .
* Les parasitoïdes ont été relâchés directement à proximité des plantes fruitières et des zones à forte concentration de drosophiles à ailes tachetées.

'''But:'''

Pour augmenter le nombre de parasitoïdes jusqu'à ce qu'ils puissent s'établir d'eux-mêmes dans l'environnement et commencer à supprimer naturellement les pupes.

'''Fourni des pupes hôtes pour l'établissement initial'''

* Étant donné que ''T. drosophilae'' parasite les pupes de la drosophile à ailes tachetées (SWD), les chercheurs se sont assurés qu'il y avait suffisamment de pupes de D. suzukii présentes lors des premiers lâchers.
* Ils ont procédé ainsi :
* Autoriser l'infestation contrôlée des fruits (serres).
* Utilisation des infestations naturelles de drosophile à ailes tachetées (vergers en plein champ).
* Fournir des substrats artificiels pour la nymphose dans certaines expériences.
** Cela a permis de créer un approvisionnement continu en hôtes, favorisant ainsi la croissance de la population de parasitoïdes.
* Taux de parasitisme mesurés et persistance des populations
** Pour confirmer l'établissement, Knoll et al. ont collecté périodiquement des pupes de SWD et ont vérifié :
* Combien de parasitoïdes ont émergé
* Combien de SWD ont émergé
* On a cherché à savoir si les parasitoïdes persistaient longtemps après la fin des lâchers.
** Ils ont constaté que l'émergence des parasitoïdes se poursuivait même des mois après le dernier lâcher, ce qui indique un succès :
** ✔ établissement ✔ reproduction ✔ hivernage (en extérieur)
** Cela a démontré le potentiel de contrôle biologique classique.
* '''Évaluation de la suppression à long terme des populations de SWD'''
* Knoll et al. ont mesuré l'impact sur la densité de SWD en comparant :
* parcelles témoins (sans parasitoïdes)
* parcelles traitées (avec lâchers)
** Résultats:
* Les populations de SWD étaient significativement plus faibles dans les parcelles traitées.
* Le parasitisme a persisté même après l'arrêt des lâchers.
* Dans les serres, la suppression a été particulièrement forte en raison des conditions stables.
* Sur le terrain, ''T. drosophilae'' a survécu à l'hiver et est réapparu au printemps.
* Cela a prouvé que le parasitoïde pouvait assurer une suppression naturelle autosuffisante.

'''Pratiques culturelles et de suivi intégrées'''

* Bien que l'objectif principal ait été le lâcher de parasitoïdes, ils ont également mis en œuvre :
** ✔ Pièges de surveillance : Pour suivre la densité des drosophiles adultes au fil du temps.
** ✔ Assainissement standard : Enlever les fruits tombés réduit les sites de reproduction et augmente l'efficacité des parasitoïdes.
** ✔ Structure de l'habitat : Fournir des microhabitats (sol, litière de feuilles) où les pupes s'accumulent, favorisant le parasitisme .

'''Recherche et innovation'''

La lutte contre ''Drosophila suzukii à l'échelle de l'exploitation agricole'' bénéficie désormais des recherches sur les pièges sémiochimiques , les approches génétiques et les défenses végétales. Cependant, ces idées doivent encore être traduites en actions simples que les agriculteurs peuvent appliquer directement dans leurs vergers et exploitations de petits fruits. L'objectif est de réduire les dégâts sur les fruits, de diminuer l'utilisation de pesticides et de maintenir les rendements grâce à des méthodes durables et peu coûteuses.

'''1. Utilisez des pièges chimiques semi-finis abordables autour de la ferme.'''

Des chercheurs ont identifié des composés volatils issus des fruits qui attirent les adultes ''de D. suzukii'' . Les agriculteurs peuvent exploiter cette méthode en installant des pièges à leurre, artisanaux ou commerciaux, en bordure de champ et dans le verger. Des bouteilles en plastique percées de petits trous, appâtées avec une solution de levure sucrée ou un mélange de vinaigre et de fruits, permettent de surveiller et de capturer les mouches adultes. Un renouvellement hebdomadaire régulier de l'appât préserve l'efficacité des pièges. Cela réduit la ponte sur les fruits en maturation et aide les agriculteurs à détecter l'arrivée du ravageur précocement, avant que les dégâts ne s'aggravent.

'''2. Associer le piégeage à des pratiques d'assainissement :'''

Les fruits infestés sont riches en composés volatils qui attirent davantage de mouches ''D. suzukii'' . L'élimination des fruits tombés, des baies trop mûres et des tas de déchets interrompt le cycle de reproduction de ce ravageur. Les agriculteurs qui combinent le piégeage à une assainissement rigoureux de leurs champs constatent souvent une réduction de la prolifération des populations, car les mouches perdent leurs sites de reproduction.

'''3. Sélectionner et gérer des variétés de plantes tolérantes.'''

Certaines variétés fruitières ont une peau plus ferme, une acidité plus élevée ou des profils volatils naturels qui découragent la ponte ''de D. suzukii'' . En attendant le développement de lignées résistantes par les programmes de sélection, les agriculteurs peuvent d'ores et déjà choisir des variétés à maturation plus précoce ou à peau plus résistante, réduisant ainsi les périodes d'infestation.

'''4. Favoriser les micro-organismes bénéfiques et les endophytes végétaux.'''

Des études montrent que certains endophytes microbiens peuvent influencer la fermeté des fruits et leurs émissions de composés volatils, les rendant ainsi moins attractifs pour ''D. suzukii'' . Les agriculteurs peuvent favoriser ce phénomène naturellement en utilisant des thés de compost, des amendements organiques et des inoculants microbiens qui renforcent la vigueur des plantes. Des plantes saines produisent des fruits plus fermes, ce qui ralentit la pénétration des larves.

'''5. Appliquer des produits botaniques ou biologiques en cas de pression accrue.'''

Lorsque le nombre de pièges augmente, il est possible d'utiliser des produits de lutte biologique à faible toxicité, tels que des produits à base de neem, des préparations à base de spinosad ou des champignons entomopathogènes. Ces produits ciblent les adultes ou les larves, ont un faible impact sur les ennemis naturels et s'intègrent parfaitement à la lutte intégrée. Leur efficacité est accrue lorsqu'ils sont utilisés conjointement avec un piégeage efficace et des mesures d'assainissement appropriées.

'''6. Intégrer la gestion de l'environnement de la culture :'''

Un couvert végétal dense et une forte humidité favorisent la survie ''de D. suzukii'' . La taille visant à améliorer la circulation de l'air, la réduction de l'irrigation excessive et la récolte précoce des fruits limitent ces conditions favorables. Les exploitations qui ajustent le microclimat constatent souvent une diminution du nombre d'œufs par fruit.

'''7. Les outils futurs pourraient inclure la lutte génétique.'''

Bien qu'encore en développement, les stratégies génétiques telles que le lâcher de mâles stériles ou la suppression génétique des populations pourraient un jour compléter les pratiques agricoles courantes. D'ici là, les agriculteurs peuvent se préparer en se tenant informés grâce aux programmes de vulgarisation agricole.

'''Conclusion'''

''Drosophila suzukii'' a révolutionné la gestion des ravageurs des petits fruits. Contrairement à la plupart des espèces de drosophiles qui infestent les fruits endommagés, elle utilise un ovipositeur dentelé pour pondre ses œufs dans les fruits sains en cours de maturation, ce qui la rend particulièrement destructrice. Sa reproduction rapide, son large éventail d'hôtes et son adaptabilité à divers climats ont favorisé sa propagation mondiale et créé des défis constants pour les producteurs sur de nombreux continents. Ce ravageur produit plusieurs générations qui se chevauchent chaque saison, ce qui accroît les dégâts et complique les efforts de lutte (Lee et al., 2011 ; Asplen et al., 2015).

La lutte chimique offre un succès limité car les larves se développent à l'intérieur des fruits, les adultes restent présents tout au long de la saison et les risques de résistance ne cessent d'augmenter. Les exigences réglementaires en matière de réduction des résidus de pesticides soulignent davantage la nécessité d'adopter des approches durables (Haye et al., 2016). Une gestion efficace repose donc sur des stratégies coordonnées intégrant les connaissances écologiques, les solutions biologiques et des cadres politiques favorables.

La lutte biologique s'est révélée être l'une des solutions les plus prometteuses. Trichopria drosophilae, parasitoïde des pupes, et Leptopilina japonica, parasitoïde des larves, ciblent différents stades de développement du ravageur. Ces deux espèces ont démontré une grande efficacité lors d'études en laboratoire et sur le terrain, et présentent un parasitisme constant qui permet une suppression durable des ravageurs (Wang et al., 2016 ; Nomano et al., 2017 ; Knoll et al., 2022). Leur complémentarité renforce les programmes de lutte biologique intégrée et réduit la dépendance aux produits chimiques.

''D. Suzuki'' Cela reflète une évolution plus large vers une gestion durable des ravageurs, où les espèces envahissantes nécessitent des réponses à plusieurs niveaux. L'intégration de parasitoïdes clés tels que T. drosophilae et L. japonica représente une étape essentielle pour réduire les pertes économiques, diminuer l'utilisation de pesticides et bâtir des systèmes de production fruitière plus résilients.

'''Références'''

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{{Annexes de la pratique}}

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